sábado, 3 de marzo de 2018

PRACTICA 10: RECUENTO MEDIANTE LA ESCALA DE MCFARLAND



1. FUNDAMENTO

Los estándares de Mcfarland son patrones de turbidez basados en suspensiones de sulfato de bario.
Consta de 11 patrones, cada uno de los cuales tiene una turbidez comparable a la de una suspensión bacteriana con una densidad determinada.

2. OBJETIVO

Hacer un recuento de las bacterias que hay por ml.

3. MATERIAL Y REACTIVOS

o   Vasos de precipitado, matraz aforado de 50 ml y de 500ml, pipeta de vidrio de 10ml, pim-pum, 11 tubos de 25ml con tapones, gradilla, micropipeta y puntas, varilla de vidrio y contenedor de residuos biológicos.
o   BaCl2, H2SO4 y agua destilada.




4. PROTOCOLO    

·         PREPARACIÓN DE REACTIVOS

1. Preparamos el material en el banco de trabajo.
2. Calculamos la cantidad de cada reactivo que vamos a necesitar.    



Vi x Ci = Vf x Cf
Vi x 100 = 50 x 1´175
Vi  = 0´587 gr de  BaCl2 y 49´41 ml de H2O destilada

Vi x Ci = Vf x Cf
Vi x 98 = 500 x 1
Vi  = 5´102 ml de  H2SO4 y 494´897 ml de H2O destilada


3. Para preparar el ácido primero tenemos que echar agua destilada en un vaso de precipitado y a continuación echar el ácido y mezclamos.  



4. Echamos la disolución que tenemos en el vaso al matraz de 500 ml con ayuda de un embudo y una varilla para no salpicar y enrasamos con una pipeta pasteur. 



5. Para preparar el BaCl2 hacemos lo mismo, primero mezclamos en una vaso de precipitado y luego echamos en un matraz de 50 ml.



·         PREPARACIÓN DE PATRONES

H2SO4 (1%) ml
  BaCl2 (1´175%) ml
Nº bacterias/ ml
0´5
24´875
0´125
1´5 x 108
1
24´75
0´25
3 x 108
2
24´5
0´5
6 x 108
3
24´25
0´75
9 x 108
4
24
1
1´2 x 109
5
23´75
1´25
1´5 x 109
6
23´5
1´5
1´8 x 109
7
23´25
1´75
2´1 x 109
8
23
2
2´4 x 109
9
22´75
2´25
2´7 x 109
10
22´5
2´5
3 x 109

1. Para llenar los tubos primero pipeteamos el ácido con una pipeta de vidrio y con la micropipeta si es necesario y después pipeteamos BaCl2 con una micropipeta.



Lo hacemos así con todos los tubos y por orden empezando por el tubo de 0´5.

5. MEDIDAS DE SEGURIDAD 

1. Es imprescindible uso de bata de laboratorio y guantes desechables. 
2. Lavarse las manos con agua y jabón cada vez que iniciemos y finalicemos las prácticas.   
3. La zona de trabajo debe estar siempre limpio y ordenado. Desinfectar la superficie de trabajo antes y después de realizar el trabajo con lejía o alcohol (etanol 96°).
4. Durante las prácticas está prohibido comer, beber y fumar. 
5. Desechar el material contaminado en los recipientes adecuados, que serán esterilizados posteriormente. Nunca se debe tirar nada contaminado por el fregador o en la basura común. 
6. No se debe pipetear nunca con la boca. Utilizar siempre cremalleras manuales. 
7. En caso de accidente (ruptura de material, derramamiento de microorganismos, etc.) se comunicará inmediatamente al profesor. 
8. Cuando trabajemos con ácido siempre lo haremos en la cabina de seguridad, asegurándonos que no esté la luz ultravioleta cuando estemos trabajando.

6. RESULTADO 


En la primera imagen vemos como la turbidez va aumentando en los tubos desde el 0´5 al 10 y en la segunda imagen vemos el contraste del tubo 0´5 con el tubo 10.







sábado, 27 de enero de 2018

PRACTICA 16: PRUEBA DE CATALASA Y OXIDASA



1. FUNDAMENTO

CATALASA: La mayoría de las bacterias aerobias y anaerobias facultativas sintetizan esta enzima, la catalasa hidroliza el peróxido de hidrógeno en agua y oxígeno gaseoso, que se libera formando burbujas. A excepción de Streptococcus y Enterococcus.
OXIDASA: Las bacterias aerobias y algunas anaerobias facultativas sintetizan la enzima citocromooxidasa, que en presencia de oxigeno oxida la fenilendiamina y forma indofenol, que es un compuesto color violeta.

2. OBJETIVO

Averiguar si en las bacterias sintetizan catalasa y oxidasa.

3. MATERIAL Y REACTIVOS

Bacteria 3 y 7.
Asa de siembra, gradilla, mechero bunsen, portaobjetos y tubos de hemólisis.
Tiras reactivas para oxidasa y peróxido de hidrógeno.

4. PROTOCOLO  

·         Prueba de la catalasa
1. Depositar unas gotas de peróxido de hidrógeno en  un tubo.
2. Coger un inóculo de la bacteria y ponerlo en el tubo.
3. Esperar 15- 20 s y efectuar la lectura: si se forman burbujas la catalasa es positiva; si no se forman burbujas la catalasa es negativa.
Para hacerlo en porta, primero se pone el inóculo y después una gota de peróxido de hidrógeno sobre él.

·         Prueba de la oxidasa
1. Depositar una colonia sobre la zona reactiva de la tira y frotarla con el asa.
2. Esperar 10-30 s y efectuar la lectura: si la zona de reacción se pone de color azul-violeta la oxidasa es positiva; si la zona de reacción no cambia de color es oxidasa negativa. 

5. MEDIDAS DE SEGURIDAD 

1. Es imprescindible uso de bata de laboratorio y guantes desechables.
2. Lavarse las manos con agua y jabón cada vez que iniciemos y finalicemos las prácticas.
3. La zona de trabajo debe estar siempre limpio y ordenado. Desinfectar la superficie de trabajo antes y después de realizar el trabajo.
4. Los microorganismos deben manejarse siempre alrededor de la llama.
5. Durante las prácticas está prohibido comer, beber y fumar.
6. Cuando se manipulan microorganismos hay que evitar llevarse las manos a la boca, nariz, ojos, etc. por nuestra propio seguridad.
7. Prohibido sacar muestras contaminadas del laboratorio.
8. Extremar la precaución con el encendido del mechero Bunsen y su manipulación. Abrir las ventanas por si se produce un escape de gas del mechero Bunsen.

6. RESULTADO 

CATALASA: Negativo en las bacterias 3 y 7.

Catalasa negativa de la bacteria 7

Catalasa negativa de la bacteria 3

OXIDASA: negativo en la bacteria 7.

Oxidasa negativa de la bacteria 3
 
Así sería en el caso de que la oxidasa fuese positivo