sábado, 3 de marzo de 2018

PRACTICA 18: ID 32 E



1. FUNDAMENTO

Es un sistema estandarizado para la identificación de Enterobacteriaceae y otros bacilos Gram – no exigentes. Incluye 32 cúpulas de ensayo que contienen un reactivo deshidratado.

2. OBJETIVO

Identificar Enterobacterias y bacilos Gram -.

3. MATERIAL Y REACTIVOS

Micropipetas, puntas, gradilla.
API NaCl 0´85%, Reactivo James, Oxidasa, Aceite de parafina, Escala McFarland.
Bacteria 7.

4. PROTOCOLO    

1. Preparar una suspensión de turbidez igual al patrón 0´5 de Mcfarland.
2. Rotulamos la galería con la bacteria que vamos a utilizar.
3. Inoculamos con 55µl de la suspensión las cúpulas con una micropipeta.
4. Cubrir los ensayos ODC, ADH, LDC, URE, LARL, GAT, 5KG, con dos gotas de aceite de parafina y poner la tapa sobre la galería.
5. Incubar a 37ºC durante 24 horas en aerobiosis.

5. RESULTADO 

Revelado de los resultados

El número de la bacteria es: 0020 0020 440

PRACTICA 17: IMVIC (Indol, rojo de Metilo, Voges Proskauer, Citrato)



1. FUNDAMENTO
  • INDOL: La triptofanasa es una enzima que degrada el triptófano: en ésta degradación se libera indol. Para detectar si una bacteria es capaz de degradar este aminoácido se usa un reactivo, denominado de Kovac, que reacciona con el indol formando un compuesto de color rosa intenso.
  • ROJO DE METILO: Se realiza para determinar la capacidad de una bacteria de fermentar la glucosa por la vía ácido mixta, con producción de ácido. Para detectar si se han producido esos ácidos se utiliza un indicador de pH, el rojo de metilo, que actúa entre pH 4´2 (rojo) y 6´3 (amarillo).
  • VOGES PROSKAUER: Para determinar la capacidad de una bacteria de fermentar la glucosa por vía butanodiólica. Para detectar este tipo de fermentación, se usa alfa-naftol, que es un compuesto que reacciona con un producto intermedio de la fermentación butanodiólica, la acetoína, para formar un compuesto de color rojizo.
  • CITRATO: Esta prueba valora si una bacteria es capaz de utilizar citrato como única fuente de carbono y compuestos amoniacales como única fuente de nitrógeno en su metabolismo. La prueba se realiza con agar Citrato de Simons, que contiene citrato de sodio y azul de bromotimol como indicador de pH.
2. OBJETIVO

Identificación de enterobacterias.

3. MATERIAL Y REACTIVOS

Gradilla, pipetas pasteur, 2 tubos con agua de peptona, 4 tubos con MRVP y 2 tubos con agar citrato.
Bacterias 3 y 7.
Reactivo de kovac, alfa-naftol al 5 %, KOH al 40 %, rojo de metilo.

4. PROTOCOLO   

  • INDOL
1. Inocular una o dos colonias en caldo de peptona e incubar 24 h a 37ºC.
2. Añadir 5 gotas de reactivo de Kovac al caldo de cultivo.

Reactivo de Kovac


3. Efectuar la lectura: banda de color rosa intenso es indol- positiva por lo tanto, positividad para degradar triptófano. Banda de color amarillo es indol negativo por lo que no tiene capacidad de degradar el triptófano.

  • ROJO DE METILO
1. Suspender un inóculo en el medio de cultivo MRVP y mezclar por rotación.
2. Incubar durante 24h a 37ºC.
3. Añadir 5 gotas de solución indicadora de rojo de metilo.


4. Efectuar la lectura: color rojizo es positiva a la fermentación de glucosa por la vía ácido mixta, si el color es amarillo es negativa a la fermentación de la glucosa por la vía ácido mixta.

  • VOGES PROSKAUER
1. Suspender el inóculo en el medio de cultivo MRVP, que es un medio líquido que contiene glucosa, y mezclar por rotación.
2. Incubar durante 24 h a 37ºC.
3. Añadirle 12 gotas de alfa-naftol al 5% en etanol y 4 gotas de KOH al 40%.

Alfa-naftol
KOH

4. Agitamos por rotación y dejamos abierto e inclinado.
5. Esperar 5-10 min y efectuar la lectura: medio de color rosado es positiva a acetoína por lo que fermenta glucosa por la vía butanodiólica. Medio de color amarillo es negativa a acetoína por lo que no fermenta glucosa por la vía butanodiólica.

  •   CITRATO
1. Realizar una siembra por agotamiento en la superficie del agar inclinado.
2. Incubar durante 24 h a 37ºC y efectuar la lectura: azul intenso es citrato positiva y si el medio no cambia de color es citrato negativa.

5. MEDIDAS DE SEGURIDAD 

1. Es imprescindible uso de bata de laboratorio y guantes desechables.
2. Lavarse las manos con agua y jabón cada vez que iniciemos y finalicemos las prácticas.
3. La zona de trabajo debe estar siempre limpio y ordenado. Desinfectar la superficie de trabajo antes y después de realizar el trabajo con lejía o alcohol (etanol 96°).
3. No es necesario el encendido del mechero bunsen ya que no hay que realizar las practicas en condiciones de esterilidad, sólo es necesario para la preparación de medios de cultivo..
4. Cuando se manipulan microorganismos hay que evitar llevarse las manos a la boca, nariz, ojos, etc. por nuestra propio seguridad.


6. RESULTADO 

INDOL: Banda amarilla en las dos bacterias son indol negativo por lo que no tienen capacidad de degradar el triptófano.


ROJO DE METILO: medio amarillo en las dos bacterias por lo que son negativas a la fermentación de la glucosa por la vía ácido mixta. 


VOGES PROSKAUER: Medio de color amarillo en las dos bacterias por lo que son negativas a acetoína y no fermentan glucosa por la vía butanodiólica. 


CITRATO: el medio de ambas bacterias no cambia de color por lo que son citrato negativa.



PRACTICA 15: PRUEBA DEL AGAR HIERRO DE KLIGUER (KIA)



1. FUNDAMENTO

Es una prueba combinada que se usa para la diferenciación de enterobacterias y que permite determinar: la capacidad de un microorganismo de metabolizar glucosa y lactosa,  la producción o no de gas (hidrógeno o dióxido de carbono) como producto final del metabolismo de los carbohidratos y la producción de ácido sulfhídrico. Contiene:
Glucosa y lactosa, como carbohidratos.
Indicador rojo de fenol, que vira a amarillo en medio ácido.
Tiosulfato de sodio, que es el sustrato necesario para la producción de ácido sulfhídrico.

2. MATERIAL Y REACTIVOS

Asa de siembra, mechero bunsen.
Agar KIA y bacterias 3 y 7.

Composición Agar KIA

3. PROTOCOLO    

1. Sembrar el medio de cultivo, picando en el fondo y extendiendo en forma de zig-zag.
2. Incubar durante 24h a 37ºC.
3. Efectuar la lectura de los resultados:
·         Pico rojo/fondo amarillo: la bacteria fermenta glucosa.
·         Pico amarillo/fondo amarillo: la bacteria fermente glucosa y lactosa.
·         Pico rojo/fondo rojo: la bacteria no fermenta azúcares.
·         Presencia de burbujas o ruptura del medio: la bacteria produce gas.
·         Ennegrecimiento del medio: la bacteria produce ácido sulfhídrico.

4. MEDIDAS DE SEGURIDAD 

1. Es imprescindible uso de bata de laboratorio y guantes desechables.
2. Lavarse las manos con agua y jabón cada vez que iniciemos y finalicemos las prácticas.
3. La zona de trabajo debe estar siempre limpio y ordenado. Desinfectar la superficie de trabajo antes y después de realizar el trabajo con lejía o alcohol (etanol 96°).
4. Los microorganismos deben manejarse siempre alrededor de la llama.
5. Cuando se manipulan microorganismos hay que evitar llevarse las manos a la boca, nariz, ojos, etc. por nuestra propia seguridad.
6. Extremar la precaución con el encendido del mechero Bunsen y su manipulación. Abrir las ventanas por si se produce un escape de gas del mechero Bunsen.

5. RESULTADO 

Bacteria 7: pico rojo/fondo amarillo, sólo fermenta glucosa y presencia de burbujas por lo que produce gas.


Bacteria 3: rojo/fondo amarillo, sólo fermenta glucosa.